Forum Entomologi Italiani

Per sostenere la mia tesi sarei disposto ad arrampicarmi sugli specchi

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Maurizio Bollino

Mi pare giusto!

Sfrutti i legami di Van der Waals come i gechi?

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Maurizio Gigli
http://utenti.romascuola.net/bups
http://bup.xoom.it/

Tornando a discorsi serii, ho fatto qualche prova con due soluzioni differenti:
Soluzione A)
acqua 5 parti
acido acetico glaciale 1 parte

Soluzione B)
acqua 9 parti
acido acetico glaciale 1 parte
acetone 10 parti

Insetti identici (due curculionidi e due Cerambycidae Callichromini): stesso cacciatore (quindi stessa tecnica di uccisione, ovvero immersione in trago.
Immersi uno per specie nelle due soluzioni e lasciati per 15 minuti. Una volta estratti, quelli nella soluzione B erano più morbidi, anche se ho dovuto comunque "rompere" qualche articolazione (il classico "stack" di quando si forza un pò). Unico lato negativo del Cerambycidae immerso nella soluzione B: avendo le antenne molto lunghe e sottili (tipo quelle di un Purpuricenus desfontainii), dopo pochi minuti (il tempo di sistemare le zampe) le antenne si erano disidratate nuovamente. Sono sicuro che se li avessi lasciati in immersione per 30-40 minuti sarebbero stati perfetti, ma ..... la cena si raffreddava!!!!

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Maurizio Bollino

Era il problema che avevo notato anche io con le due Anthaxia, ma probabilmente si può ovviare variando le percentuali di acetone, o ggiungendo acqua.
Bisogna vedere se si sono problemi con gli insetti con colori chimici, perchè per ora, a quanto pare, abbiamo usato tutte specie con colori fisici.

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Maurizio Gigli
http://utenti.romascuola.net/bups
http://bup.xoom.it/

Per gli insetti piccoli non userei certamente questo sistema, perchè quello con la siringa in depressione è perfetto. Ho preparato diverse Anthaxia catturate 15 anni fa utilizzando la miscela A (in pratica quella di acqua e acido acetico glaciale) dopo immersione sotto-vuoto per 15 secondi, ed erano perfettamente preparabili. Allungando i tempi (fino a 30-40 secondi) accade che il liquido solubilizza parte del contenuto delle cavità interne e macchia il cartellino. Oltre questi tempi, le membrane si macerano talmente tanto che l'insetto si frammenta.
Ora voglio provare a utilizzare con la siringa anche la soluzione B, che qui designo come ....
Soluzione gigli s. nov. (dove s. sta per soluzione)

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Maurizio Bollino

Ricordo (letture del benemerito "Giovane entomologo" della SEI) che i bagni di acetone venivano consigliati per conservare i colori delle libellule, ma io non ho mai provato. Probabilmente ai colori non fa proprio nulla.

Comunque mi sto facendo l'idea (personalissima) che:

uccisione (sempre) => etile acetato
conservazione per lungo periodo in previsione di analisi genetiche o altri studi => etanolo 95% anche se continuano a confermarmi che etanolo a circa 75% (3 parti di etanolo al 95% ed una parte di acqua) va bene lo stesso per piccoli insetti
conservazione per lungo periodo in previsione di preparazione a secco => aceto e sale
reidratazione di materiale secco => soluzione Gigli con aceto o con acido acetico, poco cambia, mi pare però da testare meglio la percentuale di acetone
reidratazione di materiale in alcool => da studiarsi secondo la delicatezza dell'insetto

Ciao Roberto

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verum stabile cetera fumus

Io ho provato a suo tempo ad immergere le libellule per 3-4 giorni in acetone; direi che è un ottimo sistema per conservare i colori; anzi ho visto che la cosa miglore è mettere le libellule direttamente in acetone, e farle quindi morire con l'acetone invece che con l'etere acetico; il sistema è altrettanto rapido è indolore (spero...)

Enzo

Non credo proprio, ma il bollettino del giovane entomologo suggeriva di lasciarle morire d'inedia

Roberto

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verum stabile cetera fumus

E' vero e' rosso e questo taglia fuori anche l'Amarone, ma forse e' meglio cosi', ad altri usi furono destinati!
Ciao

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AleP

Sono lusingato della designazione, anche se mi fa sembrare un entomologo dell'800


Concordo pienamente con tutto quanto detto da Maurizio Bollino, ed anche da Hemerobius. Solo una precisazione: da quanto mi è stato richiesto da colleghi che stanno facendo studi sul genoma di alcuni gruppi di insetti, per gli studi genetici bisogna mettere direttamente gli esemplari vivi in etanolo il più possibile puro (che equivale a dire 95%, perchè più puro non si riesce ad averlo). Ne deduco che l'acetato d'etile danneggi il DNA in qualche modo.
Da quel che ho letto negli ultimi messaggi non dovrebbero esserci problemi con i colori chimici, comunque è sempre meglio fare qualche prova.

Tra i metodi sopra elencati ne manca uno, che è decisamente ottimo per conservare materiale fresco in previsione di osservazione e preparazione: il congelatore. Ovviamente bisogna mettere gli esemplari ancora morbidi in provette o altri contenitori con chiusura ermetica, altrimenti dopo un po' di tempo ci troviamo a scongelarli e a trovarli tutti secchi nelle posizioni più assurde (e torniamo al caso della sublimazione e relativa discussione sulla liofilizzazione da cui è partito tutto).
C'è gente (tanto per non fare nomi: Baiocchi ) che butta tutto in provette che lascia nel congelatore anche per anni. Poi quando gli serve tira fuori il materiale dal freezer, lo lascia scongelare ed è come se fosse stato raccolto il giorno prima. Così si elimina il problema alla radice. Anche io da un po' uso lo stesso metodo, ma purtroppo non posso farlo con il materiale raccolto anni fa, con quello che mi arriva in bustina o spillato, e con ciò che mi sfarfalla dal legno e che non trovo subito, ma morto e secco dopo alcuni giorni.

Ciao a tutti

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Maurizio Gigli
http://utenti.romascuola.net/bups
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Per quanto mi riguarda, a me non dispiacerebbe essere un entomologo dell'800. Non potrei utilizzare internet (e, lo ammetto, mi peserebbe), ma almeno non avrei, come mi succede sempre più spesso, una stretta al cuore ogni volta che, in campagna, vedo nuovi scempi ambientali, sempre meno insetti, scomparsa delle specie più localizzate, ecc. ecc.

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Maurizio Bollino

Certamente il sistema dell'immersione degli Odonati direttamente in acetone è MOLTO PIU' RAPIDO che farli morire di inedia. Il motivo della morte per inedia è dettato dalla necessità di far svuotare l'intestino dalle feci, e ridurre quindi i processi fermentativi che determinerebbero una alterazione dei colori chimici dell'addome. Io, personalmente, soprattutto con gli Agrionidae, ho sempre utilizzato prima la morte per inedia e poi l'immersione per 2-3 giorni in acetone puro, avendo anche l'accortezza di cambiarlo ogni 100-120 esemplari.
Con certi Aeschnidae e Libellulidae neanche l'acetone era sufficiente, e talvolta ho dovuto ricorrere al vecchio sistema della cannuccia con il cotone colorato avvolto intorno.....

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Maurizio Bollino

Mi potresti spiegare questa tecnica?
grazie

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Ciao.
Alberto
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Non è la più forte delle specie che sopravvive, né la più intelligente, ma quella più reattiva ai cambiamenti. (Charles Robert Darwin)

Rapidamente, perchè devo andare in studio.
Dunque, prendiamo, ad esempio un Aeschnidae con addome azzurro. Incisione longitudinale ventrale per estrarre i visceri, poi si prende una pagliuzza della lunghezza e calibro giusto perchè entri nell'addome, vi si avvolge sopra a spire strette del cotone colorato dello stesso azzurro, e si infila nell'addome stesso come uno ..... spiedino. A quel punto riaccolli i lembi dell'incisione e lasci seccare: per trasparenza il cotone darà al nostro esemplare lo stesso colore che aveva da vivo.
Complicatuccio più da spiegare che da fare, se si ha un minimo di manualità

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Maurizio Bollino

Maurizio, ne sai una piu' del diavolo.......

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Effe Esse