Forum Entomologi Italiani

Ciao a tutti! Visto che sono venuto in possesso, grazie alla gentilezza di Paolo Magrini , di un esemplare maschio rivelatosi appartenente a questa specie, visto che c'è questo post rimasto in sospeso, spero di fare cosa gradita mettendo le foto di questa specie, che avevo già fatto per mandarle a Paolo.



L'edeago in visione laterale (a sinistra) e ventrale (a destra). Nelle foto il pezzo copulatore più lungo non corrisponde tra le visioni laterale e ventrale, essendo sottile e flessibile deve essersi spostato durante le manipolazioni e i cambi di diversi liquidi di inclusione.



Labrum e mandibola, diagnostici in questo genere:



Per confronto, i disegni della descrizione originale e quello pubblicato sul Fauna d'Italia:

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Michele

...bello !...ma gli manca una mandibola ?... è quella della terza foto ?

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Ciao
Vittorio


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Spettacolari foto.... e splendida bestiola

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Loris

Bravo Mik! Vedo che hai recuperato un microscopio

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Riccardo Poloni
La dignità degli elementi
la libertà della poesia,
al di là dei tradimenti degli uomini
è magia, è magia, è magia...
Negrita, Rotolando verso sud

Grazie ragazzi!

Esatto, ho fatto la foto all'habitus dopo l'estrazione e dopo l'asportazione di labrum e mandibola

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Michele

Tutto spettacolare!

...e anche la punta dell' addome, se non avessi visto il disegno avrei creduto fosse troncato. Belle foto

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Ciao
Vittorio


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Ciao Matteo! Sono belle bestiole

Grazie! Sì, purtroppo era preparato a secco su cartellino, e anche dopo 72 ore in acqua calda non si è ammorbidito, probabilmente è stato ucciso in alcol, quindi è quasi impossibile (almeno per me) estrarre l'edeago senza asportare e aprire l'ultimo segmento addominale.

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Michele

Spettacolare, foto comprese!
Ovviamente fremo dalla curiosità di sapere come sono state fatte.... anche come è stato trattato l'edeago prima delle foto!
Bravissimo! Complimenti!

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Andrea Carlin, Pergine Valsugana (TN) carlin.andrea(AT)gmail.com

Nota: tutti gli esemplari inseriti nelle discussioni aperte da me sono da ritenere "Andrea Carlin legit" se non diversamente specificato.

Grazie mille Andrea! Troppo buono
Non ti aspettare chissà che attrezzatura Le foto le faccio attaccando in afocale la Nikon Coolpix S9600 ad uno dei due oculari di un microscopio biologico Reichert Microstar IV 410, tramite un adattatore in alluminio fatto fare ad un tornitore, in modo da tenere la macchina perpendicolare e alla giusta distanza dall'oculare. Poi faccio uno stacking usando la manopola del fuoco del microscopio. Per questo edeago ho fatto 70 scatti, ma ho provato anche dimezzandoli e non cambia molto. Le foto ad edeago, mandibola e labrum sono a 400x, quella dell'habitus a 100x. Scontorno e metto lo sfondo bianco con Inkscape, perchè lo trovo comodo e veloce.
Per la preparazione, dopo l'ammorbidimento e l'estrazione, immergo tutto in acido lattico da qualche ora fino a un giorno per diafanizzare bene, poi procedo con le osservazioni al microscopio, col campione su un vetrino portaoggetti immerso sempre in acido lattico o glicerina, per osservare e fare le foto da tutti i lati. Non si riesce a usare il vetrino coprioggetto, perchè è impossibile avere l'edeago nella posizione voluta (soprattutto in visione ventrale), mentre si può ed è meglio usarlo per osservare l'intero insetto. Infine includo tutto in una goccia di DMHF su cartellino di acetato, per metterlo in collezione, eventualmente con anche qualche esemplare a secco su cartellino.
Ovviamente non è l'unico procedimento che si può seguire, io mi trovo bene così!

PS: Cerca che in Trentino ci sono tante belle specie

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Michele

Grazie mille della dettagliata spiegazione Michele.
Non ho mai provato ad usare vetrini e nemmeno acido lattico (???) o glicerina... ma proverò!
Un ultima domanda però: usi microspilli manicati in qualche modo per procedere all'estrazione e alla preparazione dell'esemplare sul cartellino?
ciao

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Andrea Carlin, Pergine Valsugana (TN) carlin.andrea(AT)gmail.com

Nota: tutti gli esemplari inseriti nelle discussioni aperte da me sono da ritenere "Andrea Carlin legit" se non diversamente specificato.

Bravissimo Michele ottime foto , vedo sei riuscito a trovare un'ottima soluzione complimenti !

L'unico dubbio che mi viene è, se passi le parti in acido lattico (che è pur sempre un acido e corrode), nel tempo potrebbero avere ripercussioni, cioè ulteriori schiarimenti o altro ?.

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CIAO Augusto Degiovanni

http://anthicidaeecarabidae.altervista.org

Sì microspilli immanicati su uno stuzzicadenti (taglio la punta, incido due tagli a x, una goccia di colla vinilica e inserisco il microspillo al centro della x) L'acido lattico non l'avevo trovato, se non puro e in grandi quantità, così avevo preso questo ad uso cosmetico al 90%. Magari ce l'hanno anche in farmacia. La glicerina è facile da trovare, io l'avevo presa in un negozio di sigarette elettroniche, la usano come base per il liquido che ci va dentro.

Grazie Augusto! Questo è il sistema che uso da un po', ma come ti dicevo volevo provare ad adattare al microscopio l'Olympus Mark II, per vedere se venivano foto migliori.
Per l'acido lattico, me l'aveva consigliato Massimo Plumari (Raubmilbe) che lo utilizza per gli acari, dicendo che non è aggressivo e si possono lasciare immersi i campioni per mesi, se non anni, senza ripercussioni, se usato a freddo (se usato a caldo per accelerare la chiarificazione potrebbero danneggiarsi alcune strutture o staccarsi delle setole).
Io ti posso dire che i preparati fatti un anno fa sono ancora perfetti, ma volendo si potrebbe fare un passaggio in acqua prima dell'inclusione per lavare l'acido.
Comunque l'acido lattico è utile per schiarire il campione prima dell'inclusione definitiva (il DMHF, e se non sbaglio anche l'Euparal e il balsamo del Canada, schiariscono già abbastanza), se si vuole osservare il campione da più lati e a più riprese.

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Michele

Confermo tutto per quanto riguarda l'acido lattico, ma attenzione perché il materiale chiarificato, qualunque esso sia, dev'essere necessariamente ripulito dall'acido prima del montaggio. Questo non tanto perché l'acido continuerebbe ad agire (il che succede in modo insignificante perché a freddo come detto reagisce molto debolmente, e in più, i residui sarebbero diluiti nel mezzo di inclusione), ma perché l'acido potrebbe cristallizzare (in liquido di Hoyer si formano dei bellissimi cristalli! Non so in DMHF) e i cristalli darebbero poi fastidio all'osservazione.
Per togliere l'acido come ha detto Michele va benissimo l'acqua, ma quello che succede a me e' che gli esemplari passati dall'acido (puro) all'acqua rimangono in un primo momento imprigionati alla superficie e per sciacquarli bene sono costretto se mi servono subito ad affondarli nell'acqua manualmente. Per fare più veloce quindi io uso l'etanolo assoluto che non miscelandosi bene con l'acido lo rimuove all'istante. Però ci vuole un po' di pratica perché l'etanolo assoluto disidrata interamente il campione e se non si è veloci ad immergerlo subito nel mezzo di inclusione si riempie di aria. In alternativa si può utilizzare etanolo al 70%, ma come detto l'acqua va benissimo.

Complimenti per le foto Michele!

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Massimo Plumari
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Rerum natura nusquam magis quam in minimis tota est - Plinio il vecchio (Hist. Nat., XI, 1)

Grazie Michele e Massimo per le spiegazioni.

A questo punto mi sa che continuerò come ho sempre fatto, con l'Euparal (tanto schiarisce anche lui senza dover effettuare altre manovre), non vorrei avere sorprese

In Euparal ho edeagi inclusi dal 1970, e sono rimasti perfetti come allora.

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CIAO Augusto Degiovanni

http://anthicidaeecarabidae.altervista.org